Wzbogacenie oferty edukacyjnej na studiach stacjonarnych II stopnia kierunku biotechnologia
Menu główne:
Rozszerzona oferta dydaktyczna
Specjalistyczne kursy semestralne prowadzone w nowoczesnych laboratoriach, w grupach 8-osobowych:
1 – Technologia otrzymywania preparatów enzymatycznych. Celem kursu jest zdobycie przez uczestników wiedzy w zakresie możliwości praktycznego zastosowania rozpowszechnionych obecnie technologii enzymatycznych. Studenci poznają źródła pozyskiwania enzymów, najnowsze metody hodowli szczepów produkujących enzymy w ilościach pozwalających na ich przemysłowe wykorzystanie, cele, metody i strategie izolacji oraz oczyszczania enzymów, techniki sprzęgania enzymów lub całych komórek z nośnikami
2 – Wstęp do proteomiki - oczyszczanie i identyfikacja białek metodami elektroforetycznymi. Celem kursu jest zdobycie praktycznych umiejętności sprawnego posługiwania się technikami elektroforetycznymi stanowiącymi codzienny warsztat pracy biotechnologa. Zaplanowana w ramach kursu elektroforeza „Blue Native” stanowi nowoczesne narzędzie w separacji kompleksów wielobiałkowych na skalę analityczną i preparatywną
3 – Metody analizy roślin genetycznie zmodyfikowanych. Uczestnicy kursu zapoznają się z metodami wykrywania obcych genów w materiale genetycznym izolowanym z tkanek roślinnych oraz w produktach spożywczych, opanują techniki wykonania testów na obecność transgenu w genomie rośliny i pomiaru poziomu transkryptów transgenowego DNA. Omówione zostaną zagadnienia związane z zastosowaniami roślin transgenicznych oraz ich wpływem na środowisko
4 – Metody badania funkcji genów. Studenci poznają metody konstruowania wektorów, wykorzystania rekombinacji in vivo do tworzenia zrekombinowanych cząsteczek DNA oraz identyfikacji klonów bakterii zawierających zrekombinowany plazmid. Na przykładzie zjawiska interferencji RNA u nicieni nauczą się analizować zmiany funkcji genu zachodzące na poziomie DNA, transkrypcyjnym i potranskrypcyjnym
5 - Techniki izolacji i identyfikacji substancji antybiotycznych pochodzenia promieniowcowego. Celem kursu jest poznanie metod ekstrakcji EPS z płynów po hodowli promieniowców oraz PPS związanych ze ścianą komórkową tych mikroorganizmów, identyfikacja chemiczna w/w związków, zbadanie wpływu EPS i PPS na wzrost mikroorganizmów patogennych dla roślin
6 - Bioobrazowanie na poziomie subkomórkowym. Tematyka zajęć obejmuje techniki obserwacji i analizy obrazów mikroskopowych (mikroskopia świetlna, fluorescencyjna, konfokalna, transmisyjna mikroskopia elektronowa) stosowane w badaniach nad lokalizacją i dystrybucją makromolekuł w komórkach, techniki immunodetekcji, hybrydyzacji in situ i in vivo molekuł na poziomie komórkowym i subkomórkowym, techniki uzyskiwania protoplastów i wibroskrawków, wprowadzanie makromolekuł i sond molekularnych do komórek oraz nanotechnologię
7 – Fitochemia. W ramach kursu omówione zostaną alkaloidy, terpenoidy, glikozydy, atraktanty roślinne, ich aktywność biologiczna i metody pozyskiwania. Uczestnicy kursu poznają metody: przetwarzania materiału roślinnego w celu otrzymania określonych związków, sporządzania wyciągów z wykorzystaniem technik ekstrakcyjnych, oczyszczania i analizy ekstraktów z zastosowaniem metod instrumentalnych i chromatograficznych (chromatografia cienkowarstwowa, LC, GCMS, HPLC)
8 – Hodowle komórkowe w badaniach cytotoksyczności związków chemicznych. Celem kursu jest poznanie strategii wyboru i przygotowania linii komórkowych do badań cytotoksyczności in vitro. Studenci nabędą umiejętności badania wpływu wybranych związków na przeżywalność komórek w hodowlach, poznają metody oceny żywotności komórek oraz mechanizmy obrony komórek przed działaniem wolnych rodników
Specjalistyczne wykłady monograficzne:
- „Znaczenie fagów w biotechnologii” (8h)
- „Biotechnologia w pozyskiwaniu alternatywnych źródeł energii” (8h)
Specjalistyczne kursy wakacyjne:
1 – Diagnostyka komórkowa. Studenci poznają nowoczesne metody obserwacji i analizy obrazów mikroskopowych. Poznają techniki obrazowania trójwymiarowego komórek przy użyciu mikroskopu korekcyjnego najnowszej generacji, metody mikroskopowej analizy wyników reakcji immunohistochemicznych i hybrydyzacji in situ na standardowych preparatach cyto- i histo(pato)logicznych oraz mikromacierzach tkankowych wykonanych z różnych typów ludzkich nowotworów oraz tkanek prawidłowych.
2 – Konstrukcja biblioteki cDNA i identyfikacja genu metodą PCR. Podczas zajęć studenci nauczą się izolacji i oczyszczania mRNA, syntezy cDNA na bazie odwrotnej transkrypcji, transformacji określonym genem faga. Poznają metody lokalizacji genów metodą PCR, nauczą się jednej z podstawowych metod konstrukcji biblioteki cDNA oraz identyfikacji genu.